激光多普勒血流仪适合对多种组织器官进行点式或线式的快速扫描，我们可以根据您的研究对象和实验方向，推荐合适的型号和配置，敬请来电咨询。

LAB型号的血流仪广泛应用于脑缺血实验、皮肤肌肉血流量测定、脏器血流量测定、皮瓣血流量、牙龈牙髓测定等各种器官、组织血流量测定。

型号：LAB  单通道型号
 

型号：LAB 2ch  双通道型号

激光血流仪的主要功能特点：
· 用于大鼠、小鼠脑血流测定，各组织脏器血流测定等；
· 测试范围广，根据所要检测的组织选用相应的探头；
· 探头校准数据自动存储于芯片中，实现了探头的免校准，即插即用；
· 分析软件功能强大，自动生成报告，提供长时间连续监测；
· 可选配多通道配置，同时对多多个部位或只动物进行测量；
· 可将多台主机与一台计算机相连；

主要参数：
· 用于连续测量组织血流
· 测试激光：780nm 半导体激光，CLASS 1M 级别
· 信号带宽：24HZ-24KHZ
· 时间常数：0.1, 1, 3 sec
· 测定项目：组织血流量：0–1000.0(mL/min/100g 相当)，血流变化曲线
· 受光强度模拟信号输出：0– 10V
· 血流模拟信号输出：0– 10V
· 光纤探针：100/140 μm
· 测定范围：约 1mm 直径范围内
· 测定深度：0.5mm – 1mm
· 工作温度范围：5-40℃
· 使用湿度范围：0-90%
 

可以根据需要，选择激光散斑成像仪

激光散斑成像系统（激光多普勒扫描成像系统）利用多普勒原理，通过光频谱分析获得血流分布图，具有实时成像且分辨率高的特点，适合对多种组织器官进行点式或线式的快速扫描。

可以对组织血流进行连续监测，用于记录由于皮肤营养和体温调节等因素引起的毛细血管，微静脉和微动脉中的血流变化，如脑皮质血流、海马血流、肠系膜血流、肝血流、肾血流、脾脏血流等各组织血流量、流速、组织血氧测定。广泛应用于临床研究和科研实验室。



型号：OZ-2/OZ-3

性能介绍：

· 非接触：图像由低功率激光扫描组织获得。患者与扫描仪之间距离最大1m；
· 日间操作：独特的光学设计，即使在室内环境光线很强时也能操作；
· 重复扫描模式：可对进行性反应成像，并通过自动分析功能定量；
· 彩色数码相机简化扫描设置，并提供扫描区域的照片；
· 高分辨率高达256x256个
· 独立检测：分辨率为0.2~2.0mm/像素
· 还可提供0.1mm/像素的高分辨率型号；
· 灵活的扫描尺寸，从1像素到50cmx50cm的任意矩形；
· 界面友好的软件，数据库记录并存储了患者资料和图像信息非常容易进入和进行搜索；
· 双波长/高分辨率版本可供选择；

激光多普勒血流仪的测试原理图：

主要技术参数:

· 激光光源：单波长系统，近红外780nm或830nm，红光635nm-690nm，2.5mW，光束1.0mm，IEC 60825-1:2001标准3R级；
· CCD相机：自动聚焦，电动10倍光学变焦，752x582像素分辨率；
· 带宽：取决于扫描速度：低通(3db) 20Hz、100Hz或250Hz；
   可选高通(0.1db)3Khz、15Khz或22.5Khz；
· 范围和扫面区域：距离20cm，最大面积为13cmx13cm；距离100cm，最大面积为50cmx50cm.
· 扫描速度：约4ms/像素，10ms/像素或50ms/像素；
· 典型成像速度为20秒完成15cmx15cm图像在64x64像素分辨率；
· 5分钟内完成50cmx50cm，图像在256x256像素分辨率；
· 空间分辨率：最大256x256像素：20cm处0.2mm/像素的“常规扫描”，10cm处2.0mm/像素的“大点扫描” 
· 照明条件：正常环境照明；
· 软件：基于Windows™的控制；
· 处理和分析软件支架：移动支架、桌面支架；
· 电压：接受84-264V交流电，50VA，50-60Hz
· 控制器：尺寸W H D mm 305 x 115 x 260；重量4.5kgs.
· 扫描头：尺寸W H D mm 426 x 244 x 300；重量8kgs.
· 存放温度：0-45℃.
· 使用温度：15-30℃.

胃部血流实例图：

胃部血流实例图：

激光多普勒血流有多种款式和型号可选，可提供：大、小鼠脑血流量测量（脑缺血模型）皮肤肌肉血流量测量、动物海马血流量测量、皮瓣灌注量测量、血管活性研究测量、牙龈血流量测量、各组织脏器血流量（肝、脾、肾等）测量、肠系膜血流量测量、烧伤创面血流灌注量测量；组织氧含量测量、糖尿病足的足趾末端压力测定等。敬请来电咨询。

小动物激光多普勒血流仪相关文献：
1. Yamanaka H, Yamaoka T, Mahara A, et al. Tissue-engineered submillimeter-diameter vascular grafts for free flap survival in rat model. Biomaterials. 2018;179:156-163. doi:10.1016/j.biomaterials.2018.06.022.
2. Liu Y, Mahara A, Kambe Y, et al. Endothelial cell adhesion and blood response to hemocompatible peptide 1 (HCP-1), REDV, and RGD peptide sequences with free N-terminal amino groups immobilized on a biomedical expanded polytetrafluorethylene surface. Biomater Sci. 2021;9(3):1034-1043. doi:10.1039/d0bm01396j.
3. Nosaka M, Ishida Y, Kimura A, et al. Crucial Involvement of IL-6 in Thrombus Resolution in Mice via Macrophage Recruitment and the Induction of Proteolytic Enzymes. Front Immunol. 2020;10:3150.doi:10.3389/fimmu.2019.03150.
4. Fukumoto Y, Tanaka KF, Parajuli B, et al. Neuroprotective effects of microglial P2Y1 receptors against ischemic neuronal injury. J Cereb Blood Flow Metab. 2019;39(11):2144-2156. doi:10.1177/0271678X18805317.
5. Morihara R, Yamashita T, Osakada Y, et al. Efficacy and safety of spot heating and ultrasound irradiation on in vitro and in vivo thrombolysis models. J Cereb Blood Flow Metab. 2022;42(7):1322-1334. doi:10.1177/0271678X221079127.
6. Nosaka M, Ishida Y, Kimura A, et al. Contribution of the TNF-α (Tumor Necrosis Factor-α)-TNF-Rp55 (Tumor Necrosis Factor Receptor p55) Axis in the Resolution of Venous Thrombus. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2018;38(11):2638-2650. doi:10.1161/ATVBAHA.118.311194.
7. Tanaka M, Ogaeri T, Samsonov M, et al. The 5α-Reductase Inhibitor Finasteride Exerts Neuroprotection Against Ischemic Brain Injury in Aged Male Rats. Transl Stroke Res. 2019;10(1):67-77. doi:10.1007/s12975-018-0624-0.
8. Sakata Y, Yoshida C, Fujiki Y, et al. Effects of Casein Hydrolysate Ingestion on Thermoregulatory Responses in Healthy Adults during Exercise in Heated Conditions: A Randomized Crossover Trial. Nutrients. 2020;12(3):867. doi:10.3390/nu12030867.

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